ntent="t" yb-mpa-mark="mark-style-text" style="color:rgb(44, 44, 44);font-size:14px;line-height:24px;visibility:visible">脑声小店基于深度科研洞察，专注为动物实验提供"简器械·精实验"解决方案。我们突破高精设备局限，开发手工定制化仪器及配件，通过科研巧思将基础工具转化为创新实验方案。产品涵盖行为学装置、操作辅助工具等，使实验室在保持操作简效的同时，实现精细化数据采集，助力科研人员以创造性思维发掘简易仪器的潜在科研价值。
过敏性哮喘小鼠模型（Allergic asthma model）是研究哮喘发病机制和评估治疗方法的重要工具，绝大多数使用的致敏原为卵清蛋白（OVA）和屋尘螨（HDM），其中OVA致敏的使用频率最高。雄性SD大鼠和雄性Wistar大鼠是过敏性哮喘大鼠模型中最常用的品系，两种大鼠致敏后产生的迟发性过敏反应的时间与临床患者时间接近。
过敏性哮喘实验动物模型制备方法大体分为基础致敏、激发阶段和维持阶段，因造模后动物处于AS致敏状态，但其只有在接触过敏原后能够触发过敏反应，因此在造模成功后仍需要进行OVA雾化来维持模型。常用的建模方法包括使用卵白蛋白(OVA)作为抗原，通过腹腔注射致敏和雾化吸入激发来建立模型。AS动物模型大多选择采用单一方式致敏和激发，其中以腹腔注射和滴鼻致敏最为常见，激发方式主要是雾化和滴鼻。其中，大鼠动物实验大多选用腹腔注射给药方式，而小鼠造模给药途径大部分选择滴鼻，这或许是由于大小鼠体型及生理构造的不同所致。腹腔注射操作简单稳定、对实验动物伤害小，OVA经腹腔注射后随血流均匀分布于脏器内，使同一脏器内的改变具有可比性。腹腔注射OVA激活全身免疫系统，由于肺脏易受炎症损伤，因此出现严重病理损伤从而复制AS模型，一般适用于需要肺部功能改变及药物干预对肺功能影响的研究，但腹腔注射缺乏特异性靶向功能。滴鼻相较于腹腔注射操作较复杂，滴鼻OVA可以靶向肺上皮细胞造成肺部严重损伤，同时也可避免其他注射方式引起的全身炎症反应和多脏器衰竭。滴鼻液通过吸入模拟过敏原的自然暴露，使其与人类哮喘诱导相关，一般适用于对肺部组织病理改变及药物干预对肺组织修复能力的研究。
Fig1 哮喘研究中常用的仪器与配件示例
具体步骤：
首先使用含有OVA和佐剂的混合物进行腹腔注射致敏，然后在一定时间后通过雾化吸入OVA进行激发。运用卵蛋白致敏和鼻部滴注攻击法造模:卵白蛋白腹腔注射14天后，用卵白蛋白连续鼻部滴注7天，建立模型。初次致敏第7天开始用卵白蛋白滴鼻，1次/天，10μL/次。连续滴鼻7天。之后隔日给予卵白蛋白1g/L滴鼻，以维持对鼻黏膜的刺激。每隔7天观察一次鼻部滴蛋白液30分钟内搔鼻次数和喷嚏次数。
另一种方法是使用屋尘螨(HDM)溶液滴鼻致敏和激发，连续数周进行滴鼻HDM进行激发。
ntent="t" yb-mpa-mark="mark-style-text" style="color:#222222;font-size:14px;line-height:26px;word-break:break-word">脑声常谈建立了多个《动物模型构建与行为评估》交流群，群内分享各种经典和前沿的行为范式，共同交流解决动物实验中遇到的棘手问题，避坑少走弯路！有需要的老师可以扫码添加微信进入讨论群！
评分：
鼻涕:流至前鼻孔1分;超过前鼻孔2分;涕流满面3分。
喷嚏:4个以内1分;5～10个2分;10个以上3分。
鼻痒:轻度抓鼻1分;频繁抓鼻2分;抓鼻不止3分。自鼻腔激发开始观察30分钟，采用叠加法记分，总分超过5分为动物造模成功。
从第15日开始，将模型组大鼠置于密闭器皿内(自制的50cm×30cm×20cm透明带盖塑料盒)，给予2%OVA溶液进行雾化吸入;对照组以生理盐水代替。设定雾化流量为3mL/min，每次持续雾化20min激发哮喘，观察大鼠反应。
表观指标即一般行为学观察，是指造模之后观察记录实验对象是否持续出现口唇黏膜发绀、腹肌痉挛、呼吸加快、喷嚏、抓耳挠腮、烦躁不安等行为学改变。一般观察中，哮喘模型组小鼠在激发后会出现典型的哮喘发作症状，如打喷嚏、呼吸急促等。
抖毛、毛发竖立、抓鼻、咳嗽、打喷嚏、腹式呼吸、呼吸急促甚则出现口唇、双耳紫绀、伸颈、缩胸、点头运动、抽搐、跌倒、大小便失禁等。
